Lundi 13 Décembre 2010
Plante et stress
Par RMN in vivo, des chercheurs du laboratoire de Physiologie cellulaire végétale sont en mesure de suivre les flux de métabolites, les stocks de composés et leur compartimentation dans les compartiments sub-cellulaires avec une résolution temporelle de l'ordre de la minute à la suite de carence en sucre.
Chez les plantes, la carence en sucre ou la carence en phosphate déclenchent une cascade de réponses à l'échelle d'un ou de plusieurs jours, y compris l'autophagie cellulaire partielle, contrôlée et réversible. Cependant, jusqu'à présent, l'existence de signaux métaboliques précoces pouvant être à l'origine de cette réponse cellulaire n'a pas été étudiée.
En utilisant la RMN in vivo, des chercheurs de l'équipe Réponse de la plante aux stress environnementaux et métaux lourds du laboratoire de Physiologie cellulaire végétale sont en mesure d'analyser l’évolution des métabolites hydrophiles et des pH intra-cellulaires directement dans les compartiments sub-cellulaires (cytosol, plaste, mitochondrie, vacuole Image ci-dessous) et avec une résolution temporelle de l'ordre de la minute. La RMN in vivo permet ainsi de suivre les flux de métabolites, les stocks de composés et leur compartimentation dans la cellule.
Les cellules végétales répondent dans les 2 à 3 minutes qui suivent le début de la carence en sucre [1] ou en phosphate [2], et les profils métaboliques de ces cellules sont profondément modifiés.
Concernant la carence en sucres, bien que la cellule en contienne plusieurs dizaines de mM, ils sont essentiellement stockés dans la vacuole. Les concentrations de sucres dans le cytosol sont faibles, correspondant à moins de 0,5 mM de saccharose dans des cellules végétales hétérotrophes d'érable. En cas de carence en sucre, les réserves cytosoliques de sucres sont épuisées rapidement. La restitution de sucres à partir de la vacuole et des plastes intervient avec retard et est insuffisante pour alimenter le métabolisme cellulaire, en particulier sur le très court terme après le début de la carence. La cellule ajuste alors à la fois la disponibilité et les besoins en sucres en métabolisant ses sucres phosphorylés cytosoliques et en réduisant son activité métabolique. Ces phénomènes sont accompagnés de la libération de phosphate inorganique qui s’accumule de façon transitoire dans le cytosol avant d’affluer dans la vacuole, de l'augmentation de la concentration des nucléotides triphosphate et de l'augmentation du pH cytosolique (Figure ci-dessous).
Spectres in vivo de cellules d’érable analysées par RMN du 31P lors d’une carence en sucre.
Avant la carence (A), les cellules sont alimentées par un milieu nutritif contenant du glucose. À t=0, elles sont incubées dans un milieu nutritif ne contenant pas de glucose. Le faible pool de sucres contenu dans le cytosol de la cellule est très rapidement consommé par les différents processus métaboliques (synthèses, respiration, etc.). Le glucose-6-phosphate (glc-6-P) notamment est métabolisé. N’étant plus suffisamment renouvelé du fait de la carence, sa concentration dans le cytosol s’effondre alors (diminution du pic glc-6-P cytosolique, figure B, C). Le phosphate (Pi) libéré simultanément s’accumule dans le cytosol (augmentation du pic cytosolique). La cellule réduit également son activité métabolique et le pool de nucléotides triphosphate (NTP) augmente (augmentation du pic γ-NTP).
Ces travaux montrent que la réponse de la cellule végétale à une carence en sucre ou en phosphate survient après quelques minutes dans le compartiment cytosolique et est de nature métabolique. Si l'homéostasie cytoplasmique est une réalité, l'homéostasie cytosolique quant à elle est un mythe. Les changements métaboliques importants suivant l’épuisement des sucres cytosoliques pourraient constituer des premiers signaux endogènes, bien avant les premiers réajustements transcriptionnels, qui contribueraient à déclencher la réponse cellulaire contrôlée au stress.
RMN in vivo, appliquée à des cellules vivantes, organes ou tissus voire à des organismes entiers, est la seule méthode de mesure non invasive in situ connue pour les métabolites.
En utilisant la RMN in vivo, des chercheurs de l'équipe Réponse de la plante aux stress environnementaux et métaux lourds du laboratoire de Physiologie cellulaire végétale sont en mesure d'analyser l’évolution des métabolites hydrophiles et des pH intra-cellulaires directement dans les compartiments sub-cellulaires (cytosol, plaste, mitochondrie, vacuole Image ci-dessous) et avec une résolution temporelle de l'ordre de la minute. La RMN in vivo permet ainsi de suivre les flux de métabolites, les stocks de composés et leur compartimentation dans la cellule.
Les cellules végétales répondent dans les 2 à 3 minutes qui suivent le début de la carence en sucre [1] ou en phosphate [2], et les profils métaboliques de ces cellules sont profondément modifiés.
Concernant la carence en sucres, bien que la cellule en contienne plusieurs dizaines de mM, ils sont essentiellement stockés dans la vacuole. Les concentrations de sucres dans le cytosol sont faibles, correspondant à moins de 0,5 mM de saccharose dans des cellules végétales hétérotrophes d'érable. En cas de carence en sucre, les réserves cytosoliques de sucres sont épuisées rapidement. La restitution de sucres à partir de la vacuole et des plastes intervient avec retard et est insuffisante pour alimenter le métabolisme cellulaire, en particulier sur le très court terme après le début de la carence. La cellule ajuste alors à la fois la disponibilité et les besoins en sucres en métabolisant ses sucres phosphorylés cytosoliques et en réduisant son activité métabolique. Ces phénomènes sont accompagnés de la libération de phosphate inorganique qui s’accumule de façon transitoire dans le cytosol avant d’affluer dans la vacuole, de l'augmentation de la concentration des nucléotides triphosphate et de l'augmentation du pH cytosolique (Figure ci-dessous).
Spectres in vivo de cellules d’érable analysées par RMN du 31P lors d’une carence en sucre.
Avant la carence (A), les cellules sont alimentées par un milieu nutritif contenant du glucose. À t=0, elles sont incubées dans un milieu nutritif ne contenant pas de glucose. Le faible pool de sucres contenu dans le cytosol de la cellule est très rapidement consommé par les différents processus métaboliques (synthèses, respiration, etc.). Le glucose-6-phosphate (glc-6-P) notamment est métabolisé. N’étant plus suffisamment renouvelé du fait de la carence, sa concentration dans le cytosol s’effondre alors (diminution du pic glc-6-P cytosolique, figure B, C). Le phosphate (Pi) libéré simultanément s’accumule dans le cytosol (augmentation du pic cytosolique). La cellule réduit également son activité métabolique et le pool de nucléotides triphosphate (NTP) augmente (augmentation du pic γ-NTP).
Ces travaux montrent que la réponse de la cellule végétale à une carence en sucre ou en phosphate survient après quelques minutes dans le compartiment cytosolique et est de nature métabolique. Si l'homéostasie cytoplasmique est une réalité, l'homéostasie cytosolique quant à elle est un mythe. Les changements métaboliques importants suivant l’épuisement des sucres cytosoliques pourraient constituer des premiers signaux endogènes, bien avant les premiers réajustements transcriptionnels, qui contribueraient à déclencher la réponse cellulaire contrôlée au stress.
RMN in vivo, appliquée à des cellules vivantes, organes ou tissus voire à des organismes entiers, est la seule méthode de mesure non invasive in situ connue pour les métabolites.
RÉFÉRENCES
[1] Gout E, Bligny R, Douce R, Boisson AM and Rivasseau C
Early response of plant cell to carbon deprivation: in vivo 31P-NMR spectroscopy shows a quasi-instantaneous disruption on cytosolic sugars, phosphorylated intermediates of energy metabolism, phosphate partitioning, and intracellular pHs.
New Phytologist, 2010, 189(1): 135-147
[2] Pratt J, Boisson AM, Gout E, Bligny R, Douce R and Aubert S
Phosphate (Pi) starvation effect on the cytosolic Pi concentration and Pi exchanges across the tonoplast in plant cells: An in vivo 31P-nuclear magnetic resonance study using methylphosphonate as a Pi analog.
Plant Physiology, 2009, 151(3): 1646-1657